5-Determinación glucosa en sangre capilar

Objetivo:

Determinar la glucosa en sangre capilar para fines diagnósticos y/o  terapeúticos

Fundamento teórico:

El control de glucemia capilar es fundamental en el tratamiento de la diabétes, se realiza mediante unos dispositivos electrónicos que analizan la sangre capilar depositada en una tira de medición de glucemia. Para medir la glucosa en la sangre capilar utilizamos el glucómetro.

Hay distintos tipos de glucómetros en el mercado, algunos nos informa si el valor obtenido está dentro de los valores normales. Entre dos datos puede variar entre un (10-20)%.

 

Materiales y Reactivos:

Lancetas
Glucómetro
Sangre capilar
Tiras reactivas 
Contenedor
Algodón
Alcohol


Procedimiento:

1-Poner un poco de alcohol en algodón y pasarlo por la zona lateral de la yema de los dedos
2- Realizar un pinchanzo con la lanceta en la zona donde pasemos el algodón.
3-Colocar la gota de sangre sobre el área reactiva de la tira y colocarla en el glucómetro.
4-Obtenemos el resultado del glucómetro.
5-Retirar la tira reactiva y apagar el glucómetro.



Resultados:

96mg/dl

 Esta persona desayunó 2 horas antes de realizar la prueba.

 Valores normales 2 horas antes de realizar la prueba - (80-180)mg/dl

Observaciones:

 Mantener las tiras reactivas en un lugar fresco, seco y protegido de la luz.
 No dejas las tiras reactivas abiertas, paa evitar contaminaciones.
 En los neonatos la zona de punción  en el talón.

Conclusiones:

Como podemos observar el dato de la paciente está dentro de los valores de referencia por lo que su glucosa en sangre capilar es aceptable y por último podemos concluir la importancia de este instrumento para controlar la dosis de insulina que se debe administrar el diabético.

4-Refractometría

Objetivos:

Medir la concentración y el indice de refracción  de una disolución azucarada.

Fundamento teórico:

La refractometría es un método óptico que determina la velocidad de propagación de la luz en un medio/compuesto con la cual se realciona directamente con la densidad de este medio / compuesto.
Para emplear este principio se utiliza la refracción de la luz , la escala de medición se denomina índice de refracción ( propiedad útil para identificar  líquidos). Para medir el índice de refracción se utiliza el refractómetro.


 
Materiales y Reactivos:

Disolución azucarada.
Refractómetro.
Agua destilada.
Pipeta Pasteur.
Vaso precipitado.

Procedimiento:

1- Calibrar el refractómetro, depositar una gota de agua destilada en el prisma principal, cerrar la tapa y ajustar el dial de calibración hasta que las líneas de sombra lleguen a la marca de cero. Quitar la gota de agua destilada con una servilleta.
2- Colocar en el prismal una gota de la muestra ( disolución azucarada)  y cerrar la cubierta.
Mirar a través del ocular.


Resultados:

1. Índice de refracción

    1.015

2. La concentración  en g/ 100ml

      70g/100ml

Conclusiones:

El refractómetro lo utlizamos para medidas urgentes ya que  es poco exacto.


 

3-Separación de una mezcla de aminoácidos por cromatografía en una capa fina.

Objetivo:

Separar e identificar aminoácidos.


Fundamento teórico:

Esta técnica cromatográfica utiliza una placa inmersa verticalmente, se suele utilizar una fase estacionaria polar ( gel de sílice) adherida a una superficie sólida ( vidrio o plástico). La fase móvil y estacionaria dependen del tipo de moléculas a separar.

Normalmente la cromatografía es un método ascendente, permite que el eluyente ascienda por la capa gracias a la capilaridad.

Hay enfermedades clínicas en las que se produce una alta concentración de aminoácidos en el plasma y en la orina.  Este desequilibrio en la sangre se denomina aminoaciduria.


Materiales y Reactivos:

-Atomizador.
-Láminas de gel de celulosa.
-Disolvente de cromatografía.
-Disolución reveladora (resuspender 0.2g de ninhidrina en 100 ml de acetona).
-Mezcla de aminoácidos.
-Muestras patrón de aminoácidos.
-Vaso precipitado.
-Micropipeta.


Procedimiento:

-Colocar el disolvente en un vaso precipitado de forma que el fondo cubra 1cm.
-Coger una placa de gel de celulosa de 10 x 5  cm.
- Con un lápiz marcar los puntos donde se van a colocar las marcas, estas deben estar separadas 1.5 cm de la base y separadas entre sí 1 cm.
 
-Aplicar 2 microlitros de la muestra en el punto señalado con lápiz.
 
-Secar al aire libre.
-Introducir verticalmente la placa en el vaso precipitado con el disolvente durante 1 hora.
 
-Caundo el frente haya subido 8 cm, sacamos la placa del vaso precipitado y marcamos con un lápiz hasta donde ha llegado la fase móvil.
- Secar la placa.
-En posición vertical aplicamos a la placa revelador de ninhidrina  ( pulverizado). Este paso debe hacerse en campana  o al aire libre.
 
-Calentar unos minutos a 105ºC.

Resultados:

M1=4.3/6.5=0.66
M2 =3.2/6.5=0.49

M3=1.9/6.5=0.29

Observaciones:

La estufa que disponemos en el laboratorio tiene un máximo de 80ºC , como consecuencia al poco tiempo la placa perdió el color rosáceo.


Conclusiones:

Como conclusión podemos destacar la importancia de la ninhidrina en esta práctica puesto que reacciona con  casi todos los aminoácidos ( gracias a su grupo amino) permitiendo el reconocimiento de estos. Gracias al patrón podemos saber que:

Muestra 1:L-glutánico
Muestra 2:ácido fenilalanina
Muestra 3:Arginina (el pocillo que menos ha corrido).

2-Cuantificación de proteínas en orina con ácido sulfosalicílico por turbidimetría.

Objetivo:

Cuantificar las proteínas en orina.

Fundamento teórico: 

La adición de ácido sulfosalicílico a una solución de proteinas actúa sobre estas, dando lugar a la aparición de un fino precipitado en suspensión. Este precipitado se observa como una turbidez blanquecina cuya intensidad puede ser cuantificada por turbidimetría.

En la mayoría de los casos el examen de orina se realiza cuando se sospecha que tiene una enfermedad  renal ( la albúmina es el primer indicio de un problema en los riñones) que las tiras reactivas no son capacer de detectar.

Es normal pequeñas cantidades de proteínas en la orina.



Materiales y Reactivos: 

Tubos de ensayo
Micropipetas
Cubetas
Suero salino  fisiológico (0.9g/dl )
Ácido sulfosalicilico al 3%
Agua destilada
Proteínas (7 g/dl)
Albúmina bovina


Procedimiento:

1- Rotular los tubos.
2-Preparar las siguientes disoluciones:

D1 ----> 1/50 (0.2 ml de patrón + 9.8 ml de SSF)------> 140 mg/dl
D2 ----->  1/100 (0.1 ml de patrón + 9.9 ml de SSF) ------>70 mg/dl
D3------->1/200 (0.05 ml de patrón + 9.95 ml de SSF)----->35 mg/dl
D4 ------> 1/400 (0.025 ml de patrón +9.975 ml de SSF)-----> 17.5 mg/dl


3- Preparación de las siguientes disoluciones:

 4-Transferir a las cubetas.

5-Seleccionamos la longitud de onda  a 660 nm.

6- Ajustar a cero el fotómetro con el BR.

7-Medir la absorbancia de P1, P2,P3 Y P4.

8-Medir la absorbancia del PB.


 Resultados:

                        Absorbancia                Concentración (mg/dl)


 Patrón 1                 0.904                               28
 Patrón 2                 0.268                               14
 Patrón 3                 0.16                                   7
 Patrón 4                0.045                                   3.5
 



Absorbancia del tubo problema 0.76

Concentación=0.76/0.0315= 24.12 mg/dl

Observaciones:

El valor del patrón 2 no lo puse en la gráfica porque se salía del rango.


Conclusiones: 

Como conclusión podemos destacar la importancia de una correcta determinación de proteínas en la orina para detectar enfermedades renales. Los valores de orina normal es menor de 20 mg/dl pero como en la orina añadimos proteínas en este caso no debemos de preocuparnos.





 
 




  

1-Construcción de una curva de calibración y manejo del espectrofotómetro.

Objetivo:

Aprender a utilizar correctamente el espectrofotómetro.


Fundamento teórico:

La espectrofotometría es la medida de cantidad de luz absorbida o transmitida por una solución que contiene una concentración desconocida de soluto y de un patrón que conocemos la concentración.

El objetivo de la práctica claramente es saber la concentración desconocida de soluto por lo que aplicamos la ley de Lambert y Beer  (afirma que la cantidad de luz absorbida por un cuerpo depende de la concentración).

La formula de la ley de Lambert y Beer es :

A=a.b.c

A=Absorbancia
a=Coeficiente de absorción (L/mol.cm)
b=Longitud de paso de la luz (cm)
c=Concentrcaión del analito (mol/l)

El coeficiente de absorción es característico para  cada sustancia, es constante cuando se fijan las condiciones de longitud de onda, pH y temperatura.

Las aplicaciones de la ley de Lambert y Beer son las siguientes:

-Determinar la concentración de una solución aplicando la fórmula ya mencionada.
-Determinación de estructuras moleculares.
-Identificación de unidades estructurales específicas ya que tienen absorbancia esepcíficas.
-Determinar constantes de disociación de indicadores acido-base. 

Materiales y Reactivos:

-Espectrofotómetro
-Tubos de ensayo.
-Cubetas de espectrofotometría.
-Agua destilada.
-Pipetas.
-Cromógeno( azul).
-Cromógeno (amarillo).


Procedimiento: 

1-Elaborar dos baterias de diluciones seriadas . Una de ellas constará de cinco tubos, con ml cada uno de ellos ( por lo que en el último desechamos los 4 ml sobrantes al fregadero y en el la otra 3 ml) con un factor de 1/2. En este caso utilizaremos el cromógeno azul ( azul de metileno).La otra estará formada por cuatro tubos con 3 ml cada uno y un factor de 1/3.

2- Elegir la longitud de onda más adecuada  correspondiente a cada cromógeno.

3-Antes de medir la absorbancia de de los tubos debemos hacer un blanco, en este caso sería solamente agua destilada, para evitar errores.

4-Medir la absorbancia de ambas baterias.

5-Crear una curva de calibración.

6- Obtenemos la obsorbancia de un tubo problema ( del cual no conocemos la concentración).Calculamos la concentración a partir de las curvas de calibración.

Resultados:
 
Azul

Utilizamos una absorbancia de 670 nm

Patrones 


 
 Concentraciones (mgl/dl)               Absorbancia   
 800                                                       0.918
400                                                        0.482
200                                                        0.242
100                                                        0.097




 El tubo problema nos dió una absorbancia de 0.275

Concentración=0.275/0.0012=229 mg/dl


Amarillo

En cada tubo arratramos :volumen final /d-1= 3/2=1.5 ml

 Utilizamos una absorbancia de 

Patrones

Absorbancia          Concentración   
 >2.200                      600
   1.65                         200
   0.723                       66.66
   0.298                       33.33



  





Observaciones:

 Debemos partir de un banco de diluciones bien hecho para para obtener unos resultados válidos.

Las concentraciones de los tubos problemas se calcula dividiendo la concentración del tubo del que cogemos los ml  por el factor de dilución.

Ejemplo en el primer caso sería:
800/2=400

 -No encuentro el valor de la absorbancia  del tubo problema amarillo, en caso de tener dicho valor para averiguar su concentración hariamos:

Absorbancia del tubo problema amarillo/0.0086
Conclusiones: 

Como conclusión podemos destacar la importancia de utilizar unas cubetas limpias y que no esten ralladas, también debemos colocar la cubeta bien en el espectrofotómetro , debemos colocar la parte  lisa por donde pasa  la luz . Y por último concluir que debemos utilizar la longitud más adecuada